Методи мас-спектрометрії

Науково-освітній інтернет-портал ІЕПОР ім. Р.Є.Кавецького НАН України

Первинна профілактика, діагностика і лікування хворих на рак молочної залози

Методи мас-спектрометрії

(1 Голосувати)

Застосування методів хроматографії та гель-електрофорезу дозволяє, розділяючи білкову фракцію, мати уявлення лише про наявність білка і не завжди отримати інформацію про його будову та структуру. З цією метою використовують більш точні детектори, з більшою пропускною здатністю, наприклад, мас-спектрометри. Мас-спектрометрія (Mass Spectrometry, MS) є аналітичною платформою для коректної ідентифікації білкових молекул у дослідному зразку навіть за його невеликої кількості (менше 1 пг). Піки мас-спектрів із високою роздільною здатністю з певним ізотопним розподілом також дозволяють визначати молекули поліпептидів.

pic1 3.1.3
Рис 1. Спрощена схема і принцип дії мас-спектрометрів. Адаптовано із [9]

В онкології, а саме у випадку РМЗ, мас-спектрометрія застосовується для діагностики, тераностики, дослідження різноманітних прогностичних факторів РМЗ, дослідження факторів метастазування, аналізу ефективності терапевтичних препаратів (цитотоксичність речовин) та причин резистентності пухлин. Профілі білків вивчаються для ідентифікації пухлинних біомаркерів з різноманітного матеріалу (сироватка та плазма крові, мононуклеарні клітини, цереброспінальна рідина, до- та післяопераційний матеріал тканини молочної залози, післяопераційна сироватка, аспірат із сосків, молоко, сеча, слина, клітини експериментальних моделей РМЗ, дослідний пухлинний матеріал in vivo) [1 - 9]. Також досліджується експресія білків, склад та функції яких були змінені внаслідок посттрансляційних модифікацій. Приклади застосування методу наведені в таких роботах [1, 2, 8, 9-20].

У онкологічних дослідженнях із протеоміки, що базуються на MS і мають на меті пошук біомаркерів, застосовуються два основні підходи, а саме: ідентифікація білків і розпізнавання патернів (образів) [9]. Обидва підходи вимагають обчислювальних і біоінформатичних систем високої ємності для обробки величезної кількості даних, які збираються у ході протеомних досліджень. Крім того, для достовірності ідентифікованих сигнатур біомаркерів вони мають відтворюватися у різних популяціях і різними лабораторіями. Виявлення панелі біомаркерів, яка дістала назву «сигнатури білків» або «патерни білків» (“protein signatures” or “protein pattern”) і складається з декількох білків, забезпечить більш високу чутливість і специфічність діагностики та терапії.

Щоб аналізувати зразки за допомогою мас-спектрометра спочатку необхідно отримати пептидні фрагменти білків. Для цього дослідні зразки, попередньо виділені з матеріалу, очищують та/або збагачують за допомогою методів розділення білків (електрофорез і/або хроматографія). Також обов’язково визначають молекулярну масу білків у зразках, після чого пептидні зв’язки розщеплюють за допомогою протеолізу – трипсинізують або пепсинізують. Детекція результатів відбувається шляхом вимірювання відношення маси пептиду до його заряду в іонізованому стані (m/z).

Прилад для мас-спектрометрії складається з таких основних частин, як джерело іонізації, оптична частина, мас-аналізатор та детектор іонів, який під’єднаний до процесора сигналу та комп'ютера (рис. 1). Дію приладу можна охарактеризувати трьома процесами: іонізацією, розподілом іонів та детекцією частинок. За «м'якої» методики іонізації джерело іонів, не порушуючи цілісності зразка, в газовій фазі виробляє іони із зразка шляхом додавання або втрати одного чи декількох протонів. Далі запускається мас-аналізатор, який приймає, сортує і спрямовує на детектор окремі іони з різними співвідношеннями маси до заряду, після чого детектор підраховує кількість різних іонізованих частинок. А вже процесор сигналу передає цю кількість на комп’ютер у вигляді мас-спектрів із серією піків. Кожен пік відповідає зарядженим пептидам (білкам), виявленим у дослідних зразках. Власне, процесором сигналу називається високошвидкісний аналого-цифровий перетворювач (АЦП), що поєднаний із мікроконтролером, який і передає сигнал на комп’ютер за допомогою спеціального порту (USB або com). Отримані спектральні масиви аналізують за допомогою одно- та багатовимірних статистичних методів комп’ютерного аналізу. Також використовують порівняння відношення m/z дослідних амінокислотних послідовностей із послідовностями пептидних баз даних для детальної характеристики білків, що загалом дозволяє класифікувати клінічні дослідні зразки та отримати моделі каскадних взаємодій білків у клітині.

Властивості складових речовин різноманітних біологічних зразків та вимоги до точності виконання дослідження дають підставу для модифікацій методу. Тому на сьогодні існує чимало мас-спектрометричних платформ, що застосовуються для дослідження протеомних зразків із матеріалу різного походження. Деякі з них застосовуються і в клінічній протеоміці, а саме:

· джерело іонізації, основу якого становить матрично-активована лазерна десорбція/іонізація – Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization, MALDI (метод MALDI MS);

  • джерело іонізації, основу якого становить поверхнево-підсилена лазерна десорбція/іонізація – Surface Enhanced Laser Desorption/Ionization, SELDI (метод SELDI MS);

· джерело іонізації, яке готується шляхом розпилювання зразка за допомогою електроспрею – Electrospray Ionization, ESI (метод ESI MS);

· вибрана реакція контролю над іонами – Selected Reaction Monitoring, SRM, яку ще називають багаторазовою реакцією контролю над іонами – Multiple Reaction Monitoring, MRM (метод SRM/MRM MS);

  • часпольотний аналізатор іонів – Time-Of-Flight analyzer, TOF (метод TOF MS);

· квадрупольний аналізатор іонів, який використовує стабільність співвідношення маси іонів до їхнього заряду – Quadrupoles analyzer, Q (метод Q MS);

· аналізатор орбітального типу – іонний циклотрон із перетворюванням Фур'є – Fourier transform ion cyclotron resonance analyzer, FT-ICR (метод FT-ICR MS);

· аналізатор у вигляді лінійної іонної пастки– Linear Ion Trap analyzer, LTQ Orbitrap (метод LTQ Orbitrap MS).

Модифікації методів мас-спектрометрії для протеомного аналізу

Білкові пептиди за своєю природою – полярні, енергозалежні та термічно нестійкі молекули, через що потребують спеціальної іонізації, тобто переведення в газову фазу без значного погіршення якості зразка (тобто без його фрагментації). Також до приладів ставиться вимога точно аналізувати достатній для дослідження спектр. Саме тому модифікувати мас-спектрометричний процес можна на декількох рівнях компонентів приладу. Зокрема, на рівні джерела іонів та на рівні іонного аналізатора.

Методи на основі різноманітних джерел іонів

Розрізняють декілька типів джерел іонів для мас-спектрометра: джерела іонів із дистанційно розрізненими білковими плямами на одній пластині (наприклад, MALDI або SELDI) та джерела іонів з неперервно нанесеною на матрицю білковою сумішшю (наприклад, ESI). Розглянемо для прикладу принципи методів мас-спектрометрії MALDI та SELDI.

MALDI – матрично-активована лазерна десорбція/іонізація як джерело іонів. В основі методу лежить властивість деяких органічних сполук, які під дією зниженого тиску прискорюються під час поглинання променів високої інтенсивності (видимого чи УФ-діапазону) (рис 2).

За спеціальними протоколами готують матрицю, яку потім встановлюють у мас-спектрометр. На металічну пластину наносять розчинник із високопоглинаючими речовинами (матрицею) та дослідними пептидами, які, в свою чергу, змішані з речовинами, що попереджують розкладання молекул на частини. Для отримання спектра з якісною роздільною здатністю важливо, щоб кристалізація пептидів із матрицею відбувалась одночасно із вбудовуванням їхніх молекул в кристали речовини матриці. Після висушування матрицю поміщають у мас-спектрометр і суміш піддають іонізації (наприклад, за допомогою лазера, метод MALDI-TOF MS). Матриця поглинає енергію і заряджається. Заряджена пластина переводить частину заряду на молекулу-мішень (білковий пептид), іонізуючи її [18]. Така іонізація запобігає руйнуванню молекул через зменшення передачі потоку надмірної енергії. Нагрів матриці викликає її десорбцію, яка і забезпечує перехід іонів дослідних зразків у газову фазу. Для іонізації джерела іонів MALDI зазвичай виконують декілька сотень лазерних вистрілів, щоб забезпечити прийнятне співвідношення сигнал/шум під час детекції іонів [21]. MALDI генерує переважно однозарядні іони. Ця властивість робить іонізацію відповідною до вимог top-down аналізу (розрізняють bottom up та top-down протеомний аналіз [22]) білків із високою молекулярною масою.

pic2 3.1.3
Рис 2. Принцип методу MALDI MS. Адаптовано із [43]

Переваги та недоліки MALDI наступні.

Переваги методу:

1) можливість аналізувати молекули розміром 100-500 kDa;
2) м’яка іонізація зразка;
3) здатність аналізувати зразки з домішками;
4) успішне встановлення первинної структури білків.

Недоліки методу:

1) залежність від протоколів підготовки матриці;
2) необхідність точно підбирати речовину-розчинник для кристалізації зразка з матрицею;
3) підготовка зразків вимагає великих часових затрат;
4) низька відтворюваність іонізації дослідних молекул від вистрілу до вистрілу [23, 24].

SELDI – поверхнево-підсилена лазерна десорбція/іонізація – нематричний метод іонізації в мас-спектрометрії з твердих кристалів [25], покращений різновид MALDI [26]. В основі методу лежить використання масивів білкових чипів, що не лише мають специфічні хроматографічні властивості для досягнення біохімічної спорідненості з аналітичною сполукою, а й рівномірно в’яжуть білки до поверхні, на відміну від інертного MALDI. Однорідність з’ясування забезпечує краще відтворення результатів профілювання експресії білка.

З’єднання з поверхнею SELDI полегшує аналіз препарату, оскільки в ході підготовки матриці відбувається одновимірне розділення білків. При цьому часто використовують поверхні: аніонообмінні (Q10 – сильний аніоніт), катіонообмінні (CM10 - слабкий іонний обмін), гідрофобні поверхні з властивостями хроматографії з оберненою фазою (H50), гідрофільні, метал-в’яжучі (IMAC30), активуючі поверхні (взаємодія фермент–субстрат), поверхні з антитілами (взаємодія антиген–антитіло), поверхні з іншими білками (взаємодія рецептор–ліганд) та поверхні з ДНК (взаємодія білок–ДНК). Ці субстрати демонструють спорідненість до різноманітних підмножин білків і завдяки своїм хімічним властивостям забезпечують виявлення до декількох тисяч білків в одному зразку.

Для здійснення одновимірного розділення джерело іонів SELDI готують наступним чином. Білкову суміш наносять на 8-16 плям-лунок хімічно чи біохімічно модифікованої поверхні чипа (the ProteinChip Array). Далі чип промивають декілька разів спеціальними розчинами (буфер або/і розчинник) для видалення зайвих білків та інших речовин-домішок [27]. Дослідні пептиди, що залишилися на поверхні матеріалу у вигляді окремих плям, висихаючи, кристалізуються з поверхнею. Відтак чип із дослідними зразками поміщають у спеціальне відділення мас-спектрометра і запускають іонізацію білків ( рис 3).

Методи на основі різноманітних іонних аналізаторів

pic3 3.1.3
Рис 3. Принцип методу SELDI MS. Адаптовано із [34]

Мас-аналізатор – невід’ємна частина приладу, яка здатна накопичувати іони, розділяти їх за співвідношенням маси до заряду та спрямовувати до детектора. Аналізатори мають наступні технічні характеристики: динамічний діапазон, швидкість аналізу, роздільна здатність, діапазон мас, чутливість та передача іонів. Всі аналізатори поділяються на декілька категорій:

  • для скануючої мас-спектрометрії (TOF);
  • іонно-променеві мас-спектрометри (Q);

· для зупинки іонів в камері (the trapping mass spectrometers) (FT-ICR, IT, з лінійною іонною пасткою LTQ Orbitrap).

Розглянемо для прикладу принципи дії TOF аналізатора.

TOF – аналізатор становить камеру, що обладнана імпульсним УФ-азотним джерелом лазера (лазерна десорбційна іонізація – laser desorption ionization= LDI-TOF MS, іноді вказують як TOF MS) і має вигляд трубки, до кінця якої під’єднано детектор (малюнок 3). Після того як джерело іонів було підготовлено, запускається в роботу аналізатор мас. У вакуумі під дією лазера на кристали джерела іонів відбувається іонізація білкових пептидів. У газоподібному стані, завдяки своєму електричному потенціалу, іони прискорюються та просуваються через всю камеру аналізатора з постійною швидкістю, після чого досягають детектора. Детектор для кожного білка визначає співвідношення маси іонів до їхнього заряду. Для цього він використовує наступні критерії:

  • швидкість іонів, з якою вони досягають детектора;

· кінетичну енергію іонів в електричному полі, що затрачена ними на просування по всій довжині камери;
· час, що був витрачений іонами на проходження відстані від джерела іонів до детектора;
· відстань, яку подолали іони від їхнього джерела до детектора.

Різниця між іонами в енергії, швидкості та часі впродовж їхнього фокусування на детекторі вказує на масу та кількість білкових продуктів у зразках. Після цього процесор сигналу обробляє сигнали з детектора та передає їх у вигляді серії піків на комп’ютер, програмне забезпечення якого завершує характеристику білків.

Недоліком такого аналізатора є низька роздільна здатність в області високих мас, тому він потребує додаткового «іонного дзеркала» (додаткові електроди, які встановлені перед лінійним детектором) для аналізу білків у відбиваючому режимі.

Часпольотні аналізатори найкраще підходять для роботи з використанням джерел іонізації MALDI та SELDI, а також часто використовуються для методів MS/MS (тандемна мас-спектрометрія).

Комбіновані методи мас-спектрометрії

Для досягнення молекулярної точності аналізу біологічного зразка методи мас-спектрометрії компонуються між собою за допомогою мас-спектрометра залежно від цілей, які ставить перед собою дослідник. Наприклад, різноманітність аналізаторів за властивостями дозволяє поєднувати їх між собою по декілька в одному приладі (Q-TOF MS, TOF-TOF MS, LTQ–FT-ICR MS).

Гібридні мас-спектрометри здатні вирішити розширений перелік задач за один аналітичний цикл, що полегшує експериментальну діяльність. Так, для скануючих мас-аналізаторів, як правило, використовують джерело іонів із дистанційно розрізненими білковим плямами на одній матриці (MALDI або SELDI) для імпульсного аналізу (MALDI-TOF MS та SELDI-TOF MS, рідше ESI-TOF MS). А для іонно-променевих та trapping мас-спектрометрів (мас-спектрометрія з використанням спеціального аналізатора, що дозволяє зупиняти іони в камері аналізатора під час детекції) часто застосовують джерела іонів з неперервно нанесеною на матрицю білковою сумішшю (ESI, тобто ESI–Q MS та ESI –FT-ICR MS відповідно).

Розглянемо деякі характеристики та застосування поєднаних методів мас-спектрометрії на прикладі MALDI-TOF MS та SELDI-TOF MS. Ці методи використовують для клінічних досліджень у галузі протеоміки (фракції, що містять білки, наприклад, глікопротеїни), генетики та геноміки (фракції, що містять нуклеїнові кислоти) [28], досліджень фракцій ліпідів та метаболітів лікувальних препаратів [29].

MALDI-TOF MS використовували в дослідженнях:

  • протеому пухлинних клітин in vitro для з’ясування його можливої ролі в процесах метастазування [10];

· післяопераційного матеріалу на предмет виявлення потенційних діагностичних і прогностичних біомаркерів [11];

  • щодо ранньої діагностики онкологічних захворювань [12];
  • пухлинних клітин in vitro щодо цитотоксичності, індукованої рослинними речовинами [13].

Перевага методу в основному полягає у застосуванні для досліджень протеоміки завдяки здатності аналізувати широкий спектр іонних мас [30].

Недоліки методу:

1) викликає руйнування цілісності зразка без застосування допоміжних речовин;
2) вимагає деяких покращень для подальшого використання дослідного зразка [31];
3) виникають труднощі під час визначення великих молекул (понад 500 kDa);
4) неможливо визначити масу молекул, між якими є невелика різниця (наприклад, між нуклеотидами [32]);
5) потребує спеціальної стандартизації для визначення кількості молекул-мішеней деяких білків;
6) малоінформативний мас-спектр (одночасно присутні піки як молекулярного іона так і його мультимерів – частинки, що складаються з декількох молекул зразка із зарядом +1).

SELDI-TOF MS – покращений різновид MALDI-TOF MS [30, 33-35] знайшов успішне застосування для виявлення і диференціації багатьох захворювань завдяки його використанню під час досимптоматичного скринінгу і раннього доклінічного виявлення патологій [18], досліджень біомаркерів [36,37] та прогнозуванні виживаності хворих із високим ступенем ризику [38].

Переваги методу [39]:

1) покращена чутливість до визначення низької концентрації білків;
2) високий рівень толерантності до солей та інших домішок у дослідних зразках;
3) відсутність необхідності окремого виділення конкретного білка та сумісність з автоматичним процесом мас-спектрометра.

Недоліки методу стосуються труднощів під час ідентифікації потенційних біомаркерів із диференціальних спектральних профілів білків [40,41].

Крім розглянутих розширених методів мас-спектрометрії, останніми роками у дослідженнях застосовують також поєднання хроматографа і мас-спектрометра в одному досліді [1-3, 42]. Гібридні методи забезпечують краще відтворення результатів у рутинному режимі. Наведемо, як приклад, деякі з них:

  • LC-MS (рідинна хроматографія, поєднана з мас-спектрометрією Liquid chromatography–Mass Spectrometry),
  • LCESI-MS (LC–MS з використанням ESI MS, Liquid Chromatography–Electrospray Ionization–Mass Spectrometry),
  • LCTOF-MS (LC–MS з використанням TOF MS, Liquid Chromatography–Time-Of-Flight mass spectrometry–Mass Spectrometry),
  • LC-MALDI-MS (LC–MS з використанням MALDI MS, Liquid Chromatography–Matrix-Assisted Laser Desorption-Ionization–Mass Spectrometry),
  • LC-SRM-MS (LC–MS з використанням SRM MS, Liquid chromatography–Selective Reaction Monitoring–Mass Spectrometry)
  • LC-MS/MS (рідинна хроматографія, поєднана з тандемною мас-спектрометрією – Liquid chromatography–Mass spectrometry/Mass strategy або Liquid Chromatography-Tandem Mass Spectrometry),
  • LCESI-MS/MS (LC–MS/MS з використанням ESI MS, Liquid Chromatography–ElectrosprayIonization–Tandem Mass Spectrometry),
  • LC-ICAT-MS/MS (LC-MS/MS з використанням ICAT-LC, Liquid Chromatography–Isotope-Coded Affinity Tags–Tandem Mass Spectrometry),
  • LC-iTRAQ-MS/MS (LC-MS/MS з використанням iTRAQ-LC, Liquid Chromatography–Isobaric Tags for Relative and Absolute Quantification–Tandem Mass Spectrometry),

LC-SILAC-MS/MS

(LC-MS/MS з використанням SILAC-LC, Liquid Chromatography–Stable Isotope Labeling by Amino Acids in Cell Culture–Tandem Mass Spectrometry).

1. Drake RR, Cazares LH, Jones EE, Fuller TW et al. (2011). Developing Proteomic-Based Breast Cancer Diagnostics. OMICS. A Journal of Integrative Biology 15(5): 251-259
2. Gromov P, Moreira J´ MA, Gromova I (2014) Proteomic analysis of tissue samples in translational breast cancer research Expert Rev. Proteomics 11(3): 285–302
3. Al-Tarawneh SK, Border MB, Dibble CF, Bencharit S (2011). Defining Salivary Biomarkers Using Mass Spectrometry-Based Proteomics: A Systematic Review. OMICS A Journal of Integrative Biology 15 (6):1-9
4. Aslebagh R, Ngounou A, Channaveerappa D, Arcaro K, Darie C (2015). Proteomics Study of Human Breast Milk for Breast Cancer Biomarkers Discovery. The FASEB Journal 29 (1) Supplement 567.26
5. Beretov J, Wasinger VC, Millar EKA, Schwartz P, Graham PH, Li Y (2015) Proteomic Analysis of Urine to Identify Breast Cancer Biomarker Candidates Using a Label-Free LC-MS/MS Approach. PLoS ONE 10(11): e0141876
6. Di Luca A, Henry, MP. Meleady, O’Connor R (2015). Label-free LC-MS analysis of HER2+ breast cancer cell line response to HER2 inhibitor treatment. DARU Journal of Pharmaceutical Sciences 23 (40):1-13
7. Fry SA, Afrough B, Lomax-Browne HJ, Timms JF, Velentzis LS, Leathem AJC (2011) Lectin microarray profiling of metastatic breast cancers. Glycobiology 21 (8): 1060–1070
8. Gast M-CW, Zapatka M, van Tinteren H, Bontenbal Met al. (2011) Postoperative serum proteomic profiles may predict recurrencefree survival in high-risk primary breast cancer. J Cancer Res Clin Oncol 137:1773–1783
9. Khadir A, Tiss A (2013) Proteomics Approaches towards Early Detection and Diagnosis of Cancer. J Carcinogene Mutagene S14: 002.
10. Morrison C., Mancini S, Cipollone J, Kappelhoff R, Roskelley CC (2011) Overall microarray and proteomic analysis of breast cancer cell and osteoblast co-cultures. J Biol Chem 286 (39): 34271–34285,
11. Pendharkar N, Gajbhiye A, Taunk K, RoyChoudhury S et al. (2016) Quantitative tissue proteomic investigation of invasive ductal carcinoma of breast with luminal B HER2 positive and HER2 enriched subtypes towards potential diagnostic and therapeutic biomarkers. Journal of Proteomics 132: 112–130
12. Devetyarov D, Nouretdinov I, • Burford B, Camuzeaux S et al. (2012). Conformal predictors in early diagnostics of ovarian and breast cancers. Prog Artif Intell 1:245–257
13. Hsiu-Chuan Chou, Ying-Chieh Lu, Chao-Sheng Cheng, Yi-Wen Chen, et al. (2012). Proteomic and redox-proteomic analysis of berberine-induced cytotoxicity in breast cancer cells / J. of Proteomics 7 5: 3158–3176
14. Hsiu-Chuan Chou and Hong-Lin Chan (2011). Proteomic Analysis of Potential Breast Cancer Biomarkers,Breast Cancer - Recent Advances in Biology, Imaging and Therapeutics, Dr. Susan Done (Ed.), InTech, 428 pages
15. Al-Tarawneh SK Border MB, Dibble ChF, Bencharit S (2011) Defining Salivary Biomarkers Using Mass Spectrometry-Based Proteomics: A Systematic Review. OMICS A Journal of Integrative Biology 15 (6): 1-9
16. Xian-Ju Qini, Ling BX (2012) Proteomic studies in breast cancer (Review)/ Oncology Letters 3: 735-743
17. Thomas SN, Zhongping Liao, Clark D, Yangyi Chen et al. (2013) Exosomal Proteome Profiling: A Potential Multi-Marker Cellular Phenotyping Tool to Characterize Hypoxia-Induced Radiation Resistance in Breast Cancer. Proteomes, 1: 87-108
18. Zhang Z, Chan DW (2005) Cancer proteomics: in pursuit of "true" biomarker discovery. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev 14:2283-2286.
19. Coombes KR, Morris JS, Hu J, Edmonson SR, Baggerly KA (2005) Serum proteomics profiling – a young technology begins to mature. Nat Biotechnol 23:291–292
20. Hu J, Coombes KR, Morris JS, Baggerly KA (2005) The importance of experimental design in proteomic mass spectrometry experiments: some cautionary tales. Brief Funct Genomic Proteomic 3:322–331
21. Pao-Chi Liao JA (1995) Dissecting matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectra. J. Mass Spectro. 30:763–766
22. Yates JR, Ruse CI, Nakorchevsky A (2009) Proteomics by mass spectrometry: approaches, advances and applications Annu. Rev. Biomed. Eng. 11:49-79
23. Silvertand LH, Torano JS, de Jong GJ, van Bennekom WP (2008) Improved repeatability and matrixassisted desorption/ionization—time of flight mass spectrometry compatibility in capillary isoelectric focusing. Electrophoresis 29:1985–96
24. Zheng J, Li N, Ridyard M, Dai H, Robbins SM, Li L (2005) Simple and robust two-layer matrix/sample preparation method for MALDI MS/MS analysis of peptides. J. Proteome Res. 4:1709–16
25. Wright, GL, Cazares, LH, Leung, SM, et al. (2000) ProteinChip surface enhanced laser desorption/ionization (SELDI) mass spectrometry: A novel protein biochip technology for detection of prostate cancer biomarkers in complex protein mixtures, Prostate Cancer Prostatic Dis. 2, 264–276
26. Merchant M, Weinberger SR (2000) Recent advancements in surface-enhanced laser desorption/ionization-time of flight-mass spectrometry. Electrophoresis 21:1164–77
27. Issaq HJ, Veenstra TD, Conrads TP, Felschow D (2002) The SELDI-TOF MS approach to proteomics: protein profiling and biomarker sdentification // Biochemical and Biophysical Research Communications 292: 587–592
28. Michiels S, Koscielny S, Hill C (2005) Prediction of cancer outcome with microarrays: a multiple random validation strategy. Lancet 365:492-499
29. Cornett DS, Frappier SL, Caprioli RM (2008). MALD-IFTICR imaging mass spectrometry of drugs and metabolites in tissue. Anal. Chem. 80:5648–5653.
30. Espina V, Dettloff KA, Cowherd S, Petricoin EF III, Liotta LA (2004) Use of proteomic analysis to monitor responses to biological therapies. Expert Opin Biol Ther;4:83–93.
31. Umar A, Dalebout JC, Timmermans AM (2005). Method optimization for peptide profiling of microdissected breast carcinoma tissue by matrixassisted laser desorption/ionisation-time of flight and matrix-assisted laser desorption/ionisation-time of flight/time of flight-mass spectrometry. Proteomics 5:2680-2688
32. Michiels S, Koscielny S, Hill C (2005) Prediction of cancer outcome with microarrays: a multiple random validation strategy. Lancet 365:492-499
33. Tang N, Tornatore P, Weinberger SR (2004) Current developments in SELDI affinity technology. Mass Spectrom Rev:23:34–44.
34. Issaq HJ, Veenstra TD, Conrads TP, Felschow D (2002) The SELDI-TOF MS approach to proteomics: protein profiling and biomarker identification. Biochem Biophys Res Commun 292:587–92
35. Oehr P (2003) Proteomics as a tool for detection of nuclear matrix proteins and new biomarkers for screening of early tumors stage. Anticancer Res 23:805–12.
36. Coombes KR, Morris JS, Hu J, Edmonson SR, Baggerly KA (2005) Serum proteomics profiling – a young technology begins to mature. Nat Biotechnol 23:291–2
37. Hu J, Coombes KR, Morris JS, Baggerly KA (2005) The importance of experimental design in proteomic mass spectrometry experiments: some cautionary tales. Brief Funct Genomic Proteomic 3:322–331
38. Gast M-CW, Zapatka M, van Tinteren H, Bontenbal M et al. (2011) Postoperative serum proteomic profiles may predict recurrencefree survival in high-risk primary breast cancer J Cancer Res Clin Oncol 137:1773–1783
39. Engwegen JY, Gast MC, Schellens JH, Beijnen JH (2006) Clinical proteomics: searching for better tumour markers with SELDI-TOF mass spectrometry. Trends Pharmacol Sci 27:251-259
40. Seibert V, Wiesner A, Buschmann T, Meuer J (2004) Surface-enhanced laser desorption ionization time-of-flight mass spectrometry (SELDI TOF-MS) and ProteinChip technology in proteomics research. Pathol Res Pract 200:83-94
41. Poon TC (2007) Opportunities and limitations of SELDI-TOF-MS in biomedical research: practical advices. Expert Rev Proteomics 4:51-65
42. Hsiu-Chuan Chou, Hong-Lin Chan (2011). Proteomic Analysis of Potential Breast Cancer Biomarkers,Breast Cancer - Recent Advances in Biology, Imaging and Therapeutics, Dr. Susan Done (Ed.), InTech, 428 pages
43. Kolch W, Mischak H and Pitt AR (2005) The molecular make-up of a tumour: proteomics in cancer research. Clinical Science 108: 369–383

Останнє редагування Понеділок, 29 серпня 2016 17:28